CRISPR-Cas9 est un outil très prometteur pour modifier l’ADN. Pourquoi était-il essentiel de mieux comprendre ses effets secondaires sur les cellules humaines ?
« La thérapie génique par CRISPR repose sur un principe très précis : provoquer une cassure double brin de l’ADN à un endroit ciblé du génome, puis laisser la cellule réparer cette cassure pour corriger une mutation impliquée dans une maladie. C’est ce qu’on espère voir se produire. »
Cependant, l’équipe a rapidement constaté que « le mécanisme de réparation n’est pas toujours celui qu’on avait anticipé ».
« Dans certains cas, on observe des effets secondaires, que l’on appelle de la génotoxicité, avec des anomalies chromosomiques : perte d’une partie du chromosome, modification du bras chromosomique, voire perte du chromosome entier. »
Si ces événements restent rares, ils posent un enjeu majeur en contexte clinique.
« L’objectif du travail publié était donc de mettre en place des outils suffisamment sensibles pour détecter ces événements dans des cellules primaires issues de patients, qui sont bien plus pertinentes que les lignées cellulaires transformées utilisées habituellement au laboratoire. »
Votre étude repose sur une approche d’analyse cellule par cellule. Qu’apporte cette méthode pour détecter des anomalies chromosomiques rares mais critiques ?
« Le principal défi, c’est que ces effets secondaires sont rares. Pour les détecter, il faut pouvoir observer chaque cellule individuellement, mais sur des milliers de cellules. »
L’équipe a ainsi développé une approche combinant plusieurs niveaux d’analyse :
« Nous avons associé la détection de micronoyaux, qui apparaissent lorsqu’un chromosome est cassé, à des analyses génomiques indirecte par cytométrie et directe en single-cell DNA sequencing. Cela permet de vérifier l’intégrité des chromosomes ciblés cellule par cellule. »
Cette stratégie permet aussi d’identifier des anomalies plus discrètes :
« Parfois, la cellule ne perd pas de matériel génétique, mais recopie un chromosome à partir de l’autre allèle. On parle alors de perte d’hétérozygotie à copie neutre. C’est un mécanisme de sauvegarde, mais qui peut devenir problématique si une mutation ou des marques épigénétiques sont dupliquée. »
« Le fait de combiner le séquençage ADN single-cell avec une analyse fine des pertes d’héterozygoties nous permet de détecter l’ensemble de ces événements, qu’ils impliquent une perte de matériel ou non. »
Que révèlent vos résultats sur le devenir à long terme de ces anomalies, et en quoi sont-ils importants pour les patients ?
« Jusqu’à présent, la plupart des études s’arrêtaient aux premiers jours ou semaines après l’édition génomique. Nous voulions savoir ce qu’il se passait à plus long terme. »
Pour cela, les cellules éditées ont été greffées chez des souris immunodéficientes :
« Trois mois après la greffe, nous avons observé quelque chose de très encourageant : toutes les anomalies chromosomiques avaient disparu. »
« Les cellules qui ne présentent pas d’anomalies chromosomiques sont les seules qui persistent. Cela indique que la génotoxicité est initialement détectable, mais qu’elle ne persiste pas nécessairement après la greffe, ce qui est un point très important pour les patients. »
Des questions restent toutefois ouvertes :
« On ne sait pas encore si les cellules anormales ne greffent pas du tout, si elles sont éliminées rapidement, ou si ces anomalies concernent surtout des cellules en cours de différenciation et pas les cellules souches. C’est clairement la suite de nos travaux. »
Enfin, l’équipe a également montré que cette plateforme pouvait servir à améliorer la sécurité des approches thérapeutiques :
« Nous avons identifié des molécules capables de prévenir les effets secondaires sans diminuer l’efficacité du CRISPR, ce qui ouvre des perspectives concrètes pour sécuriser les futures thérapies géniques. Nous avons déposé un brevet. »
Un suivi direct des premiers patients traités par CRISPR en France
Au-delà du développement méthodologique, ces travaux s’inscrivent dans un contexte clinique très concret.
« En France, les premiers patients ont commencé à bénéficier, à partir de 2025, d’une thérapie génique par CRISPR pour traiter la drépanocytose et la bêta-thalassémie », rappelle la chercheuse. Ces maladies génétiques du globule rouge, particulièrement sévères, touchent notamment des populations méditerranéennes et africaines.
Le traitement, désormais commercialisé sous le nom Casgevy, repose sur l’édition du gène des globines dans les cellules souches hématopoïétiques des patients, avant leur greffe. À ce jour, huit patients ont été traités en France, dans un cadre très encadré.
L’équipe fait partie d’un consortium national dédié au suivi de ces patients (RHU RedGene), avec pour objectif d’évaluer, sur le long terme, la sécurité génomique des cellules éditées.
« Nous espérons obtenir des financements afin de pouvoir, à l’aide des outils développés dans cette étude, analyser les effets génomiques de CRISPR et vérifier la stabilité chromosomique chez les premiers patients ayant bénéficié de cette thérapie génique innovante. »
Interview réalisée par Hande Sena Kandemir, sous validation scientifique de Béatrice Turcq.